分享一篇发表在Aggregate上的文章，题目为“An activatable NIR-II fluorescent probe for tracking heavy-metal ion and high-level salt-induced oxidative stress in plant sprouts”文章的通讯作者为华南理工大学的吴水珠教授和曾钫教授。植物和人类的生活有着密不可分的联系。非生物胁迫，特别是由重金属离子和高盐诱导引起的氧化胁迫，对植物的生长过程产生有害影响。发芽是植物生长过程中的第一步，当植物芽遭受有毒重金属离子或高盐诱导的氧化胁迫时，植物芽内会产生过量的活性氧物质（如H2O2），因此，植物芽中的原位H2O2可以作为植物芽中氧化应激的体内生物标志物。植物芽中H2O2的体内跟踪也可作为土壤/水中重金属离子或高盐污染的预警指标，及早采取预防和补救措施，避免不良后果。荧光成像可以实时检测和监测原位生物过程，包括生物标志物水平的变化。近红外二区荧光成像(NIR-II)可以实现优异的成像性能，在NIR-II波长范围内几乎不存在植物相关色素的干扰。因此，作者设计了一种可激活的NIR-II荧光探针CT-XA-H2O2，用于植物芽中原位生物标记物H2O2的荧光检测和成像（图1）。图1.探针CT-XA-H2O2通过对生物标志物H2O2的响应实现对Cd2+或高盐（NaCl）诱导的大豆芽和花生芽中的氧化应激进行NIR-II荧光成像探针CT-XA-H2O2以氰基噻唑为电子受体、氧杂蒽-氨基二苯基为电子供体，苄基硼酸酯作为H2O2的响应单元和荧光猝灭基团被连接到电子供体端。当H2O2存在时，探针中的苄基硼酸酯离去，生成荧光团CT-XA-OH，产生显著的荧光信号。同时，氨基二苯基赋予了荧光团CT-XA-OH聚集诱导发光（AIE）特性，增强荧光强度，进一步提升成像性能。在光谱特性方面，在含有15% DMSO的水中记录探针CT-XA-H2O2与不同浓度H2O2反应的吸收光谱和荧光光谱。如图2A所示，CTXA-H2O2与H2O2反应前，其吸收峰在742 nm处;当与100µM H2O2反应时，吸光度增大，吸收峰红移至892 nm。在808 nm激发下，CT-XA-H2O2在1036 nm处的荧光强度峰值也随着H2O2浓度的增加而增加(图2B,C);荧光强度在1 h左右达到最大值(图2D)。这些结果表明探针CT-XA-H2O2与H2O2反应后转化为CT-XA-OH，具有良好的稳定性，可以作为一种很好的H2O2荧光探针。图2.(A) CT-XA-H2O2(15µM)在含15%二甲基亚砜(DMSO)的水中与100µM H2O2反应60分钟的吸收光谱(B) CT-XA-H2O2(15µM)在含15% DMSO的水中对不同浓度的H2O2反应60分钟后的荧光光谱。(C) CT-XA-H2O2在1036 nm处的荧光强度随H2O2浓度的变化。插图显示了加入不同浓度H2O2后探针的NIR-II荧光图像。(D)探针CT-XA-H2O2(15µM)在含15% DMSO的水中与H2O2(100µM)反应不同时间后的NIR-II荧光光谱。接下来作者验证了CT-XA-H2O2探针示踪植物芽氧化应激的能力。大豆和花生是重要的农作物，大豆可以为人们提供植物蛋白和各种化学产品的原料，花生是富含健康脂肪、蛋白质、纤维和维生素的坚果。因此作者选取了大豆和花生作为植物芽模型。重金属污染是氧化应激重要的诱导因素之一，Cd2+是一种有毒的重金属离子，会对植物的生长产生有害的影响，高盐水/土壤会导致植物发芽和生长不良。因此，本研究采用镉离子(Cd2+)作为重金属离子以及NaCl作为高盐胁迫诱导大豆芽和花生芽产生的氧化应激。对于Cd2+诱导大豆芽氧化应激的实验过程如图3A所示，大豆在含Cd2+的水中发芽不同时间(36或60 h)，然后用CT-XA-H2O2探针孵育1 h，进行NIR-II荧光成像。图3B、C所示为大豆芽在不同浓度Cd2+的水中发芽36或60小时的照片。随着Cd2+浓度的提高和暴露时间的延长，芽的生长明显受到抑制，部分芽变成褐色。这些芽的NIR-II荧光成像结果显示，Cd2+水平越高，暴露时间越长，芽中的荧光信号越强，说明这种重金属离子水平越高，暴露时间越长，H2O2水平越高，荧光强度也就越强(图3D,E)。图3.(A) Cd2+诱导大豆芽的实验过程时间表。(B,C)大豆在含Cd2+(0、30、50、70或100 μ M)的水中发芽36小时(B)或60小时(C)，然后用CT-XA-H2O2孵育1小时的照片和NIR-II荧光图像。(D,E)不同(B,C)组(n = 5)大豆芽的平均荧光强度。对于Cd2+诱导花生氧化应激的实验过程如图4A所示，花生在含Cd2+的水中发芽不同时间(60或96 h)，然后用CT-XA-H2O2探针孵育1 h，进行荧光成像。图4B,C所示花生芽在含有不同浓度Cd2+的水中(60或96 h)发芽后的照片和NIR-II荧光图像。随着Cd2+水平的升高，花生芽中的荧光信号稳定增强，说明Cd2+水平越高，花生芽受到的胁迫越严重(图4D,E)。这些实验结果验证了探针CT-XA-H2O2可以通过NIR-II荧光成像示踪重金属离子Cd2+诱导的植物芽氧化应激。
图4.(A) Cd2+诱导花生芽的实验过程时间表。(B,C)花生在含Cd2+(0、30、50、70或100 μ M)的水中发芽60小时(B)或95小时(C)，然后用CT-XA-H2O2孵育1小时的照片和NIR-II荧光图像。(D,E)不同(B,C)组(n = 5)花生芽的平均荧光强度。然后，利用CT-XA-H2O2探针监测高盐(NaCl)对大豆芽和花生芽的氧化应激。对于高盐诱导花生芽的氧化应激如图5A所示，在高盐胁迫下，将大豆芽在0、50、60、70、80 mM NaCl溶液中孵育不同时间(36或60 h)，然后用CT-XA-H2O2探针孵育1 h，进行荧光成像。如图5B,C所示，与Cd2+胁迫相似，高盐胁迫时间越长，大豆芽长度越短，大豆芽部分变成褐色。荧光信号也随着胁迫时间的增加和盐水平的提高而变得更加显著(图5D,E)。图5.(A)高盐诱导大豆芽氧化应激的实验过程。(B)和(C)大豆在含NaCl(0、50、60、70或80 mM)的水中发芽36 h (B)或60 h (C)，然后用CT-XA-H2O2孵育1 h的照片和NIR-II荧光图像。(D,E)不同(B,C)组大豆芽的平均荧光强度(n = 5)。对于高盐诱导花生芽的氧化应激如图6A所示，先将花生芽在含0、50、60、70、80 mM NaCl的水中不同时间(60或96 h)发芽，然后用CT-XA-H2O2探针孵育1 h，进行荧光成像。图6B,C分别为花生芽在不同NaCl浓度的水中60或96 h发芽过程的照片和NIR-II荧光图像。随着NaCl水平的升高，芽中的荧光信号增强，这是因为NaCl水平越高，芽受到的胁迫越强，H2O2过表达水平越高，芽中的荧光信号也就越强(图5D,E)。这些实验数据证实了探针CT-XA-H2O2可以通过NIR-II荧光成像示踪高盐(NaCl)诱导的大豆芽和花生芽的氧化应激。图6.(A)高盐诱导花生芽氧化应激的实验过程。(B)和(C)花生在含NaCl(0、50、60、70或80 mM)的水中发芽60 h (B)或95 h (C)，然后用CT-XA-H2O2孵育1 h的照片和NIR-II荧光图像。(D,E)不同(B,C)组花生芽的平均荧光强度(n = 5)。综上所述，作者开发了一种可激活的NIR-II荧光探针，通过检测体内内源生物标志物H2O2示踪重金属离子污染(Cd2+)或高盐(NaCl)诱导的植物芽的氧化应激。本文的方法可以扩展到其他可激活探针的设计，用于监测和示踪植物中其他重要的生物标志物。原文链接：https://doi.org/10.1002/agt2.288
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